Con este método, aumenta la probabilidad de encontrar huevos y larvas en las muestras.
Técnica de Ritchie-Frick modificado
Materiales y reactivos
Los materiales y reactivos necesarios para este método son los mismos que se utilizaron en el método de concentración de formol-éter, además de solución alcohólica (ver anexo 4) (11,3).
Procedimiento
La detección de helmintos a través del examen coprológico ha sido ampliamente utilizada y ha sido exitosa en el diagnóstico a nivel individual.
1. Mezclar 2 g de materia fecal y 15 ml de formol al 10 % en un frasco.
2. Homogenizar y mezclar por agitación.
3. Filtrar a través de dos capas de gasa en tubo de centrífuga.
4. Centrifugar a 800 g durante 10 minutos.
5. Anotar el volumen del sedimento y descartar el sobrenadante.
6. Multiplicar el volumen del sedimento por 7, agregar este volumen de solución alcohólica y mezclar.
7. Colocar 50 µl de la suspensión en un portaobjetos, colocar el cubreobjetos y observar al microscopio.
8. Realizar los recuentos de los huevos y larvas. Calcular el promedio y multiplicar el valor por 160. En cada caso, el resultado corresponde al número de huevos o larvas por cada mililitro de heces filtradas y sedimentadas.
Método de Kato-Katz
El Kato-Katz es un método que determina la intensidad parasitaria causada por nemátodos calculada según el número de huevos por gramo de materia fecal (h.p.g.). Este es el método recomendado por la Organización Mundial de la Salud (OMS), con el fin de precisar la intensidad parasitaria a nivel individual y en estudios epidemiológicos. La tabla 1.1 muestra la clasificación de las intensidades de infección por diferentes helmintos según el conteo de huevos (3,4,12).
Tabla 1.1. Clasificación de las intensidades de infección por diferentes helmintos según el conteo de huevos.
Materiales y reactivos
Los materiales y reactivos necesarios para este método son: tiras de papel celofán hidrofílico 25 mm x 30 mm de 40 µm-50 µm de espesor, portaobjetos, placa de plástico de 3 cm x 4 cm con un orificio central de 6 mm de diámetro, 1.37 mm de profundidad y capacidad de 50 mg de materia fecal, espátula de plástico pequeña, papel craft o periódico, tela de nylon con 105 perforaciones por milímetro cuadrado, verde de malaquita al 3 % (ver anexo 5), glicerina, agua destilada, guantes, pinzas y marcadores.
Procedimiento
La figura 1.1 esquematiza el procedimiento de la realización de la técnica Kato-Katz.
Figura 1.1. Procedimiento para la realización de la técnica de Kato-Katz.
Fuente: cortesía de Juan Edwin Villalobos Ospina.
1. Mezclar la glicerina y el verde de malaquita y colocar el papel de celofán en esta solución durante 24 horas antes de hacer los montajes de la muestra de materia fecal.
2. Colocar una pequeña muestra de materia fecal sobre papel craft o sobre papel periódico.
3. Colocar la tira de nylon sobre la materia fecal y presionar.
4. Colocar la placa de plástico sobre un portaobjetos.
5. Recolectar la materia fecal de la malla usando la espátula plástica y rellenar el orificio.
6. Retirar con cuidado la placa, dejando la materia fecal sobre el portaobjetos.
7. Colocar el papel celofán húmedo sobre la materia fecal como si fuera una laminilla e invertir el portaobjetos sobre un pedazo de papel craft, comprimiendo con suavidad.
8. Observar al microscopio después de 1 o 2 horas. Los huevos de Uncinarias spp. se vuelven transparentes, por lo que se dificulta su identificación. El recuento microscópico se realiza por toda la superficie de la tira de papel celofán. El resultado del recuento de huevos de Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura y Uncinarias spp. se multiplica por 24, que corresponde a h.p.g. Si se visualizan o investigan otros parásitos como Enterobius vermicularis, Strongyloides stercoralis o Taenia spp., se informan resultados cualitativos (positivo o negativo).
Método de agar para Strongyloides
La técnica se basa en el desplazamiento de las larvas de Strongyloides en agar nutritivo, formando canales que se pueden identificar macroscópicamente (14,15).
Materiales y reactivos
Los materiales y reactivos necesarios para este método son: agar (ver anexo 6), cajas de Petri, formol al 10 % (ver anexo 3), gradilla, bajalenguas, marcadores, papel Parafilm® y centrífuga.
Procedimiento
1. Marcar la caja de Petri.
2. Colocar 2 g de materia fecal en el centro de la caja de Petri con el agar.
3. Sellar la caja con papel Parafilm®.
4. Dejar la caja a una temperatura entre 25 °C y 33 °C durante 48 horas.
5. Observar a simple vista o al microscopio.
6. Reportar si se observan canales en el agar.
7. Agregar 10 ml de formol al 10 % y lavar la superficie del agar.
8. Recolectar la suspensión en un tubo y centrifugar a 500 g por 5 minutos.
9. Realizar un montaje directo en solución salina y lugol.
10. Observar al microscopio y reportar los parásitos observados.
Método de Harada-Mori
El fundamento de la técnica es favorecer la embrionación de huevos y la separación de larvas de nemátodos sobre papel de filtro; cuando hay tremátodos y céstodos, se pueden observar los huevos embrionados (16).
Materiales y reactivos
Los materiales y reactivos necesarios para este método son: tubos de ensayo de 16 mm x 15 mm, papel de filtro de 14 cm de largo y 1 cm de ancho, agua destilada estéril, formol al 10 % (ver anexo 3), gradilla, bajalenguas, marcadores, incubadora y centrífuga.
Procedimiento
1. Homogenizar 2 g de materia fecal con 0.5 ml de agua destilada estéril.
2. Con el bajalenguas, esparcir la materia fecal homogenizada sobre los 10 cm centrales de la tira de papel de filtro. Dejar libres 2 cm en cada extremo del papel de filtro.
3. Introducir la tira de papel sembrada en un tubo previamente marcado, que contiene 5 ml de agua destilada estéril; evitar que la zona con la muestra tenga contacto con el agua.
4. Cerrar el tubo y colocarlo en una gradilla.
5. Incubar a 20 °C durante 72 horas.
6. Descartar la tira de papel filtro y agregar 0.5 ml de formol al 10 %.
7. Centrifugar a 500 g por 5 minutos.
8. Realizar un montaje directo